在植物分子生物学研究中，RNA提取的质量直接决定了RT-PCR、转录组测序、Northern杂交等下游实验的成败。与DNA相比，RNA稳定性极差，易被核酸酶降解，且植物组织中富含的多糖、多酚、木质素等次生代谢物会严重干扰提取过程，因此掌握其核心原理与关键控制点至关重要。

一、RNA提取的核心原理

1. 裂解阶段：通过物理研磨破坏细胞壁与细胞膜，同时利用裂解液中的变性剂（如胍盐、β-巯基乙醇）快速抑制核酸酶活性，防止RNA降解。胍盐可破坏蛋白质的空间结构，使核酸酶失活，而β-巯基乙醇能清除自由基，保护RNA的磷酸二酯键。
2. 分离阶段：借助氯仿等有机溶剂的密度差异，实现RNA与蛋白质、DNA及植物次生代谢物的分层。RNA溶于水相，而蛋白质、多糖等杂质则进入有机相或中间层，通过离心即可完成初步分离。
3. 纯化阶段：利用硅胶柱吸附或异丙醇沉淀等方式富集RNA，再通过洗涤去除残留的盐类、多糖等杂质，最终用无酶水或缓冲液洗脱得到纯RNA。

二、全程关键控制点

• 样本处理：新鲜植物组织需立即用液氮速冻，超低温（-80℃）保存可长期维持RNA稳定性；若无法即时处理，可使用RNA保护剂浸泡，避免样本脱水导致的RNA降解。研磨过程需在液氮中进行，确保组织始终处于低温状态，防止核酸酶复性激活。
• 试剂与耗材：所有试剂需使用无酶级产品，裂解液需现配现用；离心管、枪头需经过DEPC处理或购买无酶专用耗材，避免交叉污染。
• 操作环境：全程在无RNA酶工作台进行，操作前用75%酒精擦拭台面，佩戴一次性无粉手套并频繁更换，避免手部汗液中的核酸酶污染样本。
• 洗脱与保存：洗脱液需选用无酶水或pH值为7.0-8.0的Tris-HCl缓冲液，确保RNA充分溶解；提取后的RNA应立即用于实验，或分装后置于-80℃保存，避免反复冻融。